Experimental modeling of pediatric intestinal dysbiosis using an artificial gastrointestinal tract bioreactor system

Full Text

ОБОСНОВАНИЕ

Желудочно-кишечный тракт (ЖКТ) человека представляет собой сложную экологическую систему, включающую огромное разнообразие микроорганизмов с общим количеством более 10¹³ клеток [1]. Эта микробная экосистема играет ключевую роль в поддержании гомеостаза хозяина, участвуя в процессах пищеварения, синтезе витаминов, модуляции иммунного ответа и защите от патогенов. В последние десятилетия благодаря метагеномным исследованиям значительно расширились представления о структуре и видовом составе кишечной микробиоты, включающей около 2000 видов бактерий, значительная часть которых является некультивируемой. Доминирующими таксонами в составе микробиоценоза кишечника являются филумы Firmicutes (в современной номенклатуре Bacillota), Actinobacteria (Actinomycetota) и Bacteroidetes (Bacteroidota), составляющие до 90% от общего микробного сообщества. К числу субдоминантных филумов относятся Proteobacteria (Pseudomonadota), Tenericutes (Mollicutes), Fusobacteria (Fusobacteriota) и Verrucomicrobia (Verrucomicrobiota) [2, 3].

Формирование кишечной микрофлоры у детей происходит поэтапно, начиная с момента рождения, и характеризуется высокой динамичностью и чувствительностью к внешним воздействиям. На этот процесс влияют такие факторы, как способ родоразрешения, тип вскармливания, применение антибиотиков и особенности диеты [4]. Изменения микробного состава кишечника у детей связаны с возникновением болезней пищеварительной системы, а также различных инфекционных и неинфекционных заболеваний, включая патологии других органов и систем организма [5]. Нарушения микробиоценоза кишечника у детей могут приводить к развитию различных воспалительных заболеваний, функциональных расстройств пищеварения, диабета 1-го типа, аллергических заболеваний, снижению иммунной защиты и изменениям в развитии нервной системы [6–8].

Дисбактериоз (дисбиоз) кишечника представляет собой клинико-лабораторный синдром, развивающийся на фоне ряда болезней, характеризующийся изменением качественного и/или количественного состава нормальной микрофлоры, метаболическими и иммунными нарушениями, которые сопровождаются у части пациентов клиническими проявлениями поражения кишечника. Дисбактериоз может быть связан с нарушением равновесия различных групп микроорганизмов, населяющих кишечник в норме: бактерий, грибов, вирусов, простейших или их комплекса [9].

Изучение патогенетических механизмов развития дисбактериоза кишечника у детей представляет значительные трудности в связи с этическими ограничениями проведения инвазивных исследований, сложностью получения биологического материала и высокой вариабельностью состава микрофлоры. Традиционные методы культивирования микроорганизмов не позволяют воспроизвести сложные межмикробные взаимодействия, характерные для кишечного биоценоза in vivo. Кроме того, методы культивирования не обеспечивают адекватного моделирования физико-химических условий различных отделов ЖКТ, включая градиенты pH, кислорода, питательных веществ и времени транзита. В совокупности это затрудняет прямую валидацию гипотез in vivo и требует развитых in vitro моделей. В связи с этим особую актуальность приобретают разработка и применение современных биореакторных систем для экспериментального моделирования дисбактериоза кишечника.

Современные in vitro модели кишечного микробиома, такие как симулятор человеческой кишечной микробной экосистемы (англ. Simulator of Human Intestinal Microbial Ecosystem, SHIME) и модули взаимодействия хозяин–микробиота (англ. Host-Microbiota Interaction, HMI), позволяют воспроизводить физиологические условия различных отделов ЖКТ с высокой степенью точности [10, 11]. В Донском государственном техническом университете ранее был разработан микробиологический комплекс моделирования процессов в ЖКТ животных — программно-аппаратный комплекс, эквивалентный моделям искусственного кишечника SHIME и HMI (https://ckp-rf.ru/catalog/usu/3559948/). Биореакторные модели обеспечивают контролируемые условия для изучения динамики микробных сообществ, их метаболической активности и ответа на различные терапевтические воздействия. Преимуществом таких систем является возможность стандартизации условий эксперимента и воспроизводимости результатов, что критически важно для получения достоверных научных данных [12, 13]. Особое значение биореакторные системы приобретают при моделировании детского кишечного микробиома, поскольку позволяют учесть специфические особенности микробиоты детей различных возрастных групп и исследовать механизмы развития дисбактериоза без этических ограничений.

Цель исследования. Разработка и валидация методики экспериментального моделирования дисбактериоза детского кишечника с использованием биореакторной системы искусственного ЖКТ для изучения патогенетических механизмов нарушений микробиоценоза и оценки эффективности корректирующих воздействий.

МЕТОДЫ

Условия проведения исследования

Исследование проводили с использованием автоматизированной системы «Микробиологический комплекс моделирования процессов в желудочно-кишечном тракте» (https://ckp-rf.ru/catalog/usu/3559948/), адаптировав её параметры к поставленным задачам исследования. В работе использовали три реактора, имитирующие желудок, двенадцатиперстную кишку (ДПК), толстую кишку (ТК). Реакторы соединены перистальтическими насосами с клапанами для контролируемой перекачки содержимого, снабжены датчиками температуры, рН, магнитными мешалками. Каждый реактор оборудован отверстиями для внесения компонентов (питательной среды, искусственного желудочного сока, химуса, растворов соляной кислоты и щёлочи) и для отбора проб. Полезный объём реакторов следующий: желудок — 50 мл, ДПК — 200 мл, ТК — 300 мл. Система автоматически поддерживает постоянную температуру 37 °C, анаэробные условия путём подачи инертного газа (азота), рН содержимого реактора-желудка на уровне 3,0, реактора-ДПК — 6,5–6,8, реактора-ТК — 6,8–7,0 (за счёт дозированного поступления растворов 0,5 М HCl и 1 М NaHCO₃).

Для создания модели микробиоценоза использовали образцы кала от ребёнка 6 лет с установленным по микробиологическим критериям дисбактериозом III степени (значительное снижение титров Bifidobacterium spp. и Lactobacillus spp., обнаружение в анализе условно-патогенных микроорганизмов в высоких титрах как одного вида, так и в ассоциациях). Сбор биоматериала проводили в соответствии с требованиями п. 6.8.3. МУ 4.2.2039-05 «Методы контроля. Биологические и микробиологические факторы. Техника сбора и транспортирования биоматериалов в микробиологические лаборатории. Методические указания». Отбор фекалий производили в стерильную посуду, материал исследовали бактериологическим методом в течение 2 ч после получения образца. Для подготовки фекальной взвеси, вносимой в реакторы, биологический материал гомогенизировали в стерильном искусственном химусе в соотношении 1:10, фильтровали через нейлоновый фильтр с диаметром пор 150 мкм, определяли методом количественной полимеразной цепной реакции (ПЦР) общую бактериальную массу в копиях ДНК/мл, что принимали за эквивалент КОЕ/мл. Фекальную взвесь вносили однократно в начале эксперимента в реакторы в концентрации, соответствующей физиологическим значениям для имитированных отделов кишечника [14], рассчитанных исходя из исходной концентрации бактерий в фекальной суспензии и объёма соответствующего реактора: в реактор-ДПК до количества Escherichia coli 10² КОЕ/мл (2 lg КОЕ/мл), в реактор-ТК — до количества общей бактериальной массы 10¹² КОЕ/мл (12 lg КОЕ/мл).

Для имитации желудочного сока и кишечного химуса использовали концентрации ферментов и жёлчных солей в соответствии с рекомендациями INFOGEST [15]. Состав искусственного желудочного сока: 50 мМ NaCl, пепсин свиной сывороточный (2000 U/мл). К полученному раствору добавляли 0,5 М HCl до достижения значения pH 3,0. Приготовленный раствор стерилизовали фильтрацией через мембранные фильтры с диаметром пор 0,2 мкм (Biofil, Китай). Экспозиция в реакторе желудка составляла 120 мин, после чего весь объём перекачивался в реактор-ДПК один раз в сутки.

В качестве основы искусственного дуоденального химуса использовали 1% мясопептонный бульон с добавлением 0,5% лактозы, который обеспечивал необходимое содержание аминокислот и пептидов, характерное для частично переваренной белковой пищи в тонком кишечнике. Ферментативная активность искусственного химуса достигалась путём добавления панкреатина свиного (CDH, Индия) с нормированной липазной активностью 2000 U/мл. В качестве компонентов жёлчи добавляли таурохолат натрия 1,5 мг/мл. Физиологический уровень pH 6,5–6,8 искусственного химуса поддерживали введением 1 М раствора гидрокарбоната натрия. Скорость перекачки содержимого реактора-ДПК в реактор-ТК составляла 20–22 мл каждые 4 ч, объём в реакторе-ДПК поддерживался постоянным за счёт периодического добавления свежего искусственного дуоденального химуса.

Для предотвращения влияния остаточной жёлчи/ферментов и обеспечения роста анаэробных консорциумов в реакторе-ТК после перекачки содержимого из реактора-ДПК вводили до достижения заданных параметров буферную среду: 100 мМ NaCl, 5 мМ K₂HPO₄, 5 мМ KH₂PO₄, 100 мМ NaHCO₃, 0,5 мМ MgCl₂, 1,5 мМ CaCl₂, 0,05% L-цистеин-HCl, pH 6,8–7,0. Каждые 24 ч проводили сброс до 50–60% от объёма содержимого ТК, объём в реакторе-ДПК поддерживался за счёт перекачки содержимого из ДПК и введения буферной среды.

Отбор образцов из реакторов ДПК и ТК проводили один раз в сутки перед этапом перекачки. Для микробиологического исследования готовили десятикратные разведения образцов в тиогликолевом буфере от 10⁻¹ до 10⁻⁸. Из разведений производили высевы по 0,1 мл на соответствующие агаризованные среды и по 1,0 мл в высокий столбик на среды для определения бифидобактерий и клостридий. Посев материала производили на универсальные и дифференциально-диагностические среды: ГРМ-агар, Бифидум-среда, MRS-агар, агар Эндо, Колумбийский агар, Стафилококкагар, среда Вильсон-Блера производства (ФБУН ГНЦ ПМБ, Россия). Посевы инкубировали при +37 °С. Степени дисбиотических изменений определяли согласно ОСТ 91500.11.0004-2003 «Протокол ведения больных. Дисбактериоз кишечника».

Качественный и количественный анализ микробиоценоза биоматериала от донора и образцов из искусственного ЖКТ проводили методом ПЦР в режиме реального времени с использованием набора реагентов «Колонофлор-16 (премиум)» (Альфалаб», Россия). Набор реагентов предназначен для выявления ДНК облигатных представителей микрофлоры ТК (бифидобактерий, лактобацилл, кишечной палочки), а также условно-патогенных и патогенных микроорганизмов. Выделение ДНК осуществляли с помощью набора ДНК-сорб-В (ФБУН ЦНИИ Эпидемиологии, Россия). Постановку ПЦР проводили в соответствии с инструкцией производителя (https://alphalabs.ru/produkcziya/test-sistemyi-dlya-issledovaniya-sostava-mikrobiotyi-tolstogo-kishechnika/) на амплификаторе детектирующем ДТ-96 (ДНК-Технология, Россия).

После внесения биологического материала в виде фекальной суспензии донора в реакторы ДПК и ТК в течение 35 дней (период наблюдения) оценивали стабильность микробиоценоза, контролируя показатели бактериологическим методом и количественной ПЦР. Критериями валидации искусственного ЖКТ считали соответствие микробного профиля искусственного микробиоценоза клиническому профилю исходного образца и стабильность сформированного микробного сообщества в течение периода наблюдения по ключевым таксонам.

Исследование проводили с соблюдением принципов биомедицинской этики с получением информированного согласия законных представителей ребёнка. Проведение исследования одобрено локальным независимым этическим комитетом ФГБОУ ВО «Донской государственный технический университет» (протокол № 26 от 17.09.2024). Исследование проводили в период с декабря 2024 г. по март 2025 г.

Статистические методы

Для статистических расчётов использовали пакет прикладных программ Microsoft Exсel 2010, IBM SPSS Statistics 26.0. Микробиологические данные представлены в виде среднего значения и стандартного отклонения. Для определения периода стабилизации микробного сообщества анализировали динамику изменений численности основных бактериальных популяций в течение 35 дней культивирования. Коэффициент вариации (CV) рассчитывали по формуле: CV=(σ/μ)×100%, где σ — стандартное отклонение; μ — среднее арифметическое значение. Порог в 20% изменчивости или 80% сходства был установлен в качестве критерия стабильности [16].

РЕЗУЛЬТАТЫ

В результате анализа образца faeces от донора в ПЦР и бактериологическим методом выявлены значительные нарушения качественного и количественного состава микрофлоры, соответствующие дисбактериозу III степени, характеризующиеся критическим дефицитом облигатной микрофлоры и избыточным ростом условно-патогенных микроорганизмов. Общая бактериальная масса в ПЦР превысила верхнюю границу референсного интервала, указывая на избыточный бактериальный рост в ТК (табл. 1). Бактериологическое исследование также подтвердило высокую общую микробную нагрузку 12 lg КОЕ/мл.

 

Таблица 1. Показатели микробиоценоза образца faeces и модели толстой кишки по результатам ПЦР

Table 1. Microbiota profile of the fecal sample and colon reactor model based on polymerase chain reaction results

Показатель	Референсные значения, lg копий ДНК/мл	Образец faeces, lg копий ДНК/мл	Реактор толстой кишки, lg копий ДНК/мл (среднее ± SD) на 8-й день	Реактор толстой кишки, lg копий ДНК/мл (среднее ± SD) на 35-й день
Общая бактериальная масса	11–13	13,30	13,21±0,20	13,38±0,09
Lactobacillus spp.	7–8	5,85	5,32±0,15	4,30±0,07
Bifidobacterium spp.	9–10	7,60	7,86±0,08	7,90±0,01
Escherichia coli	6–8	7,90	8,90±0,03	11,89±0,17
Bacteroides spp.	9–12	13,30	13,14±0,11	13,25±0,03
F. prausnitzii	8–11	12,30	11,39±0,02	11,38±0,01
Bacteroides thetaomicron	Допустимо любое количество	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено
A. muciniphila	Не более 11	12,30	11,89±0,11	12,22±0,01
Enterococcus spp.	Не более 8	6,60	6,82±0,29	7,03±0,15
C. perfringens	Не обнаружено	Не обнаружено	10,47±0,03	5,26±0,14
Proteus vulgaris/mirabilis	Не более 4	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено
Citrobacter spp.	Не более 4	12,48	8,92±0,03	7,79±0,02
Enterobacter spp.	Не более 4	Не обнаружено	4,34±0,15	4,61±0,03
Fusobacterium nucleatum	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено
Parvimonas micra	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено
Blautia spp.	8–11	8,48	8,86±0,23	9,44±0,13
Acinetobacter spp.	Не более 6	6,60	7,17±0,10	7,85±0,11
Streptococcus spp.	Не более 8	8,78	8,69±0,10	8,97±0,06
Eubacterium rectale	8–11	10,00	9,56±0,90	9,85±0,06
Roseburia inulinivorans	8–10	8,90	8,23±0,04	8,37±0,07
Prevotella spp.	Не более 11	8,00	8,34±0,11	9,27±0,12
Methanobrevibacter smithii	Не более 10	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено
Methanosphaera stadmanae	Не более 6	Не обнаружено	Не обнаружено	Не обнаружено
Ruminococcus spp.	Не более 11	9,30	9,06±0,19	8,97±0,170
Bacteroides spp./F. prausnitzii (рассчитано для КОЕ/мл)	0,01–100,00	10,00	72,70	83,30

 

Среди облигатной микрофлоры отмечено снижение популяций лактобактерий на 1,15–2,15 lg ниже референсных значений и бифидобактерий до 7,60 lg копий ДНК/мл, что соответствует 25-кратному снижению относительно нижней границы нормы. Результаты бактериологического исследования подтвердили дефицит лактобактерий — на MRS-агаре выявлено только 5,78 lg КОЕ/мл. При этом культуральное исследование на Бифидум-среде показало ещё более выраженное снижение количества бифидобактерий (до 6 lg КОЕ/мл), что объясняется возможностью выявления молекулярно-генетическими методами ДНК погибших бактериальных клеток.

Наиболее критичным являлось превышение содержания условно-патогенных микроорганизмов. Выявление Citrobacter spp. в концентрации 12,48 lg копий ДНК/мл, что превышает референсные значения более чем в 10⁸ раз, свидетельствует о массивной колонизации кишечника условно-патогенными энтеробактериями. Также зарегистрировано превышение нормальных значений для Akkermansia muciniphila (12,30 lg копий ДНК/мл при норме не более 11 lg копий ДНК/мл) и незначительное повышение содержания стрептококков (6×10⁸ КОЕ/г при норме не более 10⁸ КОЕ/г), Acinetobacter spp. (6,60 lg копий ДНК/мл при норме не более 6 lg копий ДНК/мл) и Streptococcus spp. (8,78 lg копий ДНК/мл при допустимом уровне не более 8 lg копий ДНК/мл). Патогенные микроорганизмы (Salmonella spp., Shigella spp., Clostridium difficile, Clostridium perfringens, энтеропатогенная E. coli) не обнаружены. Однако культуральное исследование на среде Вильсона–Блера показало наличие сульфитредуцирующих клостридий в количестве 5 lg КОЕ/мл, что также является признаком дисбиотических нарушений.

Комплексное исследование позволило охарактеризовать выраженные нарушения микробиоты кишечника донора и определить показатели для контроля формирования модели дисбактериоза ЖКТ в нашем эксперименте. Внесение подготовленной фекальной взвеси в биореакторную систему проводилось с учётом физиологических градиентов микробной обсеменённости различных отделов ЖКТ. В качестве индикаторного микроорганизма, позволяющего оценить динамику изменений в искусственной модели ДПК при длительном непрерывном культивировании, был выбран вид E. coli, в реакторе-ДПК была достигнута целевая концентрация E. coli 2 lg КОЕ/мл, что соответствует уровню бактериальной обсеменённости тонкого кишечника. В реакторе-ТК общая бактериальная масса составила 12 lg копий ДНК/мл, моделируя высокую концентрацию микроорганизмов, характерную для ТК.

Сравнительный анализ микробного профиля модели ТК с исходным образцом продемонстрировал высокую степень воспроизводимости ключевых характеристик дисбактериоза III степени на протяжении 35-дневного периода наблюдения (см. табл. 1). Выбраны две контрольные точки для сопоставления модели дисбактериоза в реакторе-ТК с исходным образцом и референсными значениями — 8-й день культивирования в реакторе после периода адаптации бактерий к искусственной системе и 35-й день по окончании наблюдения. В результате определения общей бактериальной массы показано поддержание исходного уровня: 13,21±0,20 lg копий ДНК/мл на 8-й день и 13,38±0,09 lg копий ДНК/мл на 35-й день практически соответствовали исходному значению 13,30 lg копий ДНК/мл, что свидетельствовало о сохранении общей биомассы микроорганизмов в биореакторной системе.

При исследовании количества основных представителей облигатной микрофлоры выявлены изменения, характерные для исходного образца faeces: значительное снижение относительно референсных значений количества Bifidobacterium spp. с незначительными колебаниями от 7,86±0,08 lg копий ДНК/мл на 8-й день до 7,90±0,01 lg копий ДНК/мл на 35-й день, Lactobacillus spp. — от 5,32±0,15 lg копий ДНК/мл до 4,30±0,07 lg копий ДНК/мл соответственно.

Для основных представителей анаэробной микрофлоры ТК Bacteroides spp. и Faecalibacterium prausnitzii показано превышение верхней границы референсных значений при сохранении соотношения Bfr/Fprau в пределах нормы, что также соответствовало дисбиотическим показателям биологического образца донора.

Выраженное превышение референсных значений установлено для E. coli, Citrobacter spp., A. muciniphila, Acinetobacter spp. и Streptococcus spp. В модельной системе ТК зарегистрировано увеличение количества C. perfringens и Enterobacter spp., не обнаруженных методом ПЦР в образце faeces, что обусловлено присутствием данных микроорганизмов в концентрациях ниже порога чувствительности метода. Колонизация биореактора этими представителями обеспечила дополнительные критерии дисбактериоза.

Оценку стабильности и вариабельности микробного сообщества проводили с использованием CV микробного сообщества в обоих модельных реакторах на протяжении 35-дневного периода культивирования (табл. 2). В реакторе-ДПК популяция E. coli достигла стабильного состояния уже в первую неделю эксперимента, демонстрируя CV=11,54% в период 1–7 дней с последующим снижением до 11,35% на второй неделе. Наименьшая вариабельность отмечена в период с 15-го по 35-й дни, что свидетельствовало о достижении устойчивого равновесного состояния.

 

Таблица 2. Вариабельность микробиома модельных реакторов двенадцатиперстной кишки и толстой кишки

Table 2. Variability of the microbiota in the duodenal and colonic model reactors

Показатель	Коэффициент вариации в 1–7-й дни, %	Коэффициент вариации в 8–14-й дни, %	Коэффициент вариации в 15–21-й дни, %	Коэффициент вариации в 22–35-й дни, %
Реактор двенадцатиперстной кишки
E. coli	11,54	11,35	7,79	8,69
Реактор толстой кишки
Общая бактериальная масса	2,37	2,23	6,35	0,75
Lactobacillus spp.	13,76	10,53	1,73	4,32
Bifidobacterium spp.	6,95	6,53	2,22	0,25
E. coli	16,36	8,83	4,81	2,34
Bacteroides spp.	2,22	1,58	2,36	0,83
F. prausnitzii	2,95	0,44	0,35	0,35
A. muciniphila	2,61	3,41	0,42	0,58
Enterococcus spp.	19,10	7,89	4,00	3,12
C. perfringens	40,13	9,04	5,91	13,02
Citrobacter spp.	6,08	4,87	0,38	0,38
Enterobacter spp.	27,12	12,41	3,92	6,16
Blautia spp.	4,84	3,21	2,45	1,91
Acinetobacter spp.	16,19	4,01	3,38	1,42
Streptococcus spp.	4,81	1,40	1,40	1,48
Eubacterium rectale	5,25	1,77	0,92	0,92
Roseburia inulinivorans	4,81	2,39	1,67	1,43
Prevotella spp.	3,31	2,59	3,30	1,72
Ruminococcus spp.	4,22	4,31	2,58	2,45

 

В реакторе-ТК в первую неделю культивирования критически высокую вариабельность (CV >20%) демонстрировали несколько ключевых популяций: C. perfringens (CV=40,13%), что могло быть связано с процессом первичной колонизации и адаптации к анаэробным условиям, а также Enterobacter spp. (CV=27,12%) и Enterococcus spp. (CV=19,10%), показатель которых находился на пороге критического значения.

Во втором периоде наблюдения (8–14-й дни) большинство популяций значительно снизили свою вариабельность: C. perfringens до CV=9,04%, Enterobacter spp. до CV=12,41%, Enterococcus spp. до CV=7,89%. К третьему периоду (15–21-й дни) практически все популяции достигли стабильного состояния с CV менее 10%.

Заключительный период наблюдения (22–35-й дни) характеризовался достижением максимальной стабильности микробного сообщества. Большинство популяций демонстрировали CV <5%: Bifidobacterium spp. (CV=0,25%), F. prausnitzii (CV=0,35%), Citrobacter spp. (CV=0,38%), что указывало на формирование устойчивого микробного консорциума.

Наиболее стабильными на протяжении всего периода наблюдения оказались представители основной анаэробной микрофлоры ТК Bacteroides spp. и F. prausnitzii, а общая бактериальная масса варьировала в пределах CV=0,75–6,35%. Данные показатели свидетельствовали о высокой адаптивности основных представителей кишечной микрофлоры к условиям биореакторной системы.

ОБСУЖДЕНИЕ

Возможность моделирования и длительного поддержания стабильного дисбиотического профиля создаёт основу для изучения эффективности пробиотических препаратов, пребиотиков и других корректирующих воздействий, поскольку их эффективность при воздействии на здоровый и нарушенный микробиоценоз может кардинально различаться.

Использование трёхреакторной системы «желудок–ДПК–ТК» позволит обеспечить адекватное моделирование воздействия градиентов pH, компонентов желудочного сока, жёлчи, времени транзита на вводимые в систему препараты и оценить их влияние на микробиоценоз ТК. Параметры имеющейся установки искусственного ЖКТ, включающие физические (температура, газообмен, скорость перемешивания и перекачивания) и химические (состав искусственного желудочного сока и химуса) факторы, позволили поддерживать концентрацию аэробных и анаэробных групп микроорганизмов, не допуская их критической гибели или вымывания из системы. Использование в качестве основы для кишечного химуса мясопептонного бульона с добавлением лактозы позволило обеспечить питательный субстрат, имитирующий по аминокислотному и углеводному составу пищу, поступающую в ЖКТ in vivo, и поддерживающий рост основных таксонов.

Необходимо подчеркнуть, что в подобных моделях при каждом исследовании будет использоваться новый биологический материал для загрузки искусственного ЖКТ. В связи с этим до проведения исследования из нескольких образцов faeces был отобран материал от пациента детского возраста, соответствующий состоянию дисбактериоза III степени и характеризующийся отклонениями одновременно по нескольким микробиологическим показателям, что позволило провести валидацию метода по широкому набору таксономических групп, которые могут встречаться и у других пациентов с дисбактериозом. Вместе с тем целенаправленно был выбран образец, не содержащий облигатных патогенов, что обеспечивает биологическую безопасность проводимых исследований. Критерием успешной валидации служила способность биореакторной системы обеспечивать длительное стабильное поддержание 18 независимых показателей микробиоценоза, характеризующих различные таксономические группы микроорганизмов — от облигатных анаэробов до факультативных анаэробов и аэробов. Комплексная валидация разработанной биореакторной модели проводилась на основании соответствия микробных профилей исходному клиническому материалу и долгосрочной стабильности сформированного микробного сообщества с использованием ПЦР. Применение молекулярно-генетического метода обеспечило качественный и количественный мониторинг трудно культивируемых анаэробов, преобладающих в ЖКТ человека. Бактериологический метод при оценке микробиоценоза в биореакторах применялся как дополнительный для контроля жизнеспособности лакто- и бифидобактерий, а также для подсчёта групп микроорганизмов, присутствующих в образцах в низких концентрациях, например, E. coli в реакторе-ДПК.

Задачей моделирования реакторов желудка и ДПК являлось обеспечение физико-химических условий (pH, ферментов, солей жёлчных кислот), которые при дальнейшем применении модели могут оказывать воздействие на вводимые в систему препараты, влияя на их эффективность. В связи с этим мы не преследовали цель моделировать микробиоценозы желудка и ДПК, отличающиеся значительно более низким количеством микроорганизмов. В качестве индикаторного микроорганизма выбрали одного представителя (E. coli) для контроля численности бактерий в результате перекачивания содержимого между реакторами. Достигнутые значения CV менее целевых 20% свидетельствуют о стабилизации численности популяции E. coli и, соответственно, об оптимальных параметрах, таких как скорость и объём обмена, при моделировании системы биореакторов.

В реакторе-ТК были воспроизведены дисбиотические изменения облигатной микрофлоры, установленные для образца от донора, в том числе сниженное количество Lactobacillus spp., которое является одним из наиболее часто регистрируемых нарушений при дисбактериозе у детей до 7 лет [17]. Подтверждено моделирование избыточного роста условно-патогенной микрофлоры (Citrobacter spp., C. perfringens, Acinetobacter spp., Streptococcus spp.) в концентрациях, превышающих нормативные значения, что характерно для дисбиоза III степени.

Доминирующим таксоном в модели ТК являлся род Bacteroides, что соответствует микробиому кишечника in vivo [18]. Эта группа обладает разнообразными системами утилизации полисахаридов, позволяющими эффективно использовать пищевые длинноцепочечные полисахариды, недоступные хозяину, и продуцируют короткоцепочечные жирные кислоты, критически важные для целостности слизистой оболочки кишечника и иммунной регуляции. Однако при дисбиотических состояниях некоторые штаммы могут стать условно-патогенными микроорганизмами [19]. В полученной нами модели дисбиоза созданы условия для стабилизации численности Bacteroides spp. выше референсных значений, что является важным валидационным критерием. Вместе с тем было обеспечено поддержание соотношения Bacteroides spp. и F. prausnitzii в пределах физиологических значений, что соответствовало исходному образцу от донора. Нарушение данного соотношения ассоциировано с развитием воспалительных заболеваний в организме человека [20].

Применение порогового значения CV 20% в качестве критерия стабильности основано на результатах других исследователей [16]. Наши результаты демонстрируют, что численность ключевых популяций бактерий достигла стабильности уже с 8-го дня эксперимента. Для доминирующих Bacteroides spp. и F. prausnitzii установлен CV <5% уже в первую неделю моделирования, что свидетельствует о высокой адаптивности основных представителей анаэробной микрофлоры. Период от 8 до 14 дней можно рассматривать как минимальный срок, необходимый для формирования стабильного искусственного микробиоценоза, воспроизводящего характерные особенности дисбиотических нарушений.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В ходе исследования успешно разработана и валидирована методика экспериментального моделирования дисбактериоза детского кишечника с использованием системы искусственного ЖКТ. Созданная модель обеспечивает воспроизведение основных характеристик детского дисбактериоза, включая дефицит облигатной микрофлоры (Lactobacillus spp. и Bifidobacterium spp.) и избыточный рост условно-патогенных микроорганизмов (E. coli, C. perfringens, Enterobacter spp.), а также поддержание стабильного дисбиотического профиля в течение 35-дневного периода наблюдения. Практическое значение in vitro модели заключается в возможности изучить влияние исследуемых препаратов на динамику микробных популяций, оценить их устойчивость к воздействию желудочного сока, жёлчи и ферментов пищеварительного тракта, а также проанализировать механизмы взаимодействия с резидентной микрофлорой в приближенных к физиологическим условиях. Полученные в модели результаты могут стать основой для отбора наиболее перспективных компонентов терапевтических препаратов, формирования обоснованных гипотез и протоколов последующих клинических исследований.

ДОПОЛНИТЕЛЬНАЯ ИНФОРМАЦИЯ

Вклад авторов. О.С. Чемисова — определение концепции, разработка дизайна экспериментального исследования, проведение эксперимента и сбор данных, работа с данными, написание рукописи; Д.А. Седова — проведение эксперимента и сбор данных, работа с данными, редактирование рукописи; С.Н. Головин — проведение эксперимента и сбор данных, работа с данными, редактирование рукописи; А.М. Ермаков — определение концепции, редактирование рукописи. Все авторы одобрили рукопись (версию для публикации), а также согласились нести ответственность за все аспекты работы, гарантируя надлежащее рассмотрение и решение вопросов, связанных с точностью и добросовестностью любой её части.

Этическая экспертиза. Исследование проводили с соблюдением принципов биомедицинской этики с получением информированного согласия законных представителей ребёнка. Проведение исследования одобрено локальным независимым этическим комитетом ФГБОУ ВО «Донской государственный технический университет» (протокол № 26 от 17.09.2024).

Источники финансирования. Отсутствуют.

Раскрытие интересов. Авторы заявляют об отсутствии отношений, деятельности и интересов за последние три года, связанных с третьими лицами (коммерческими и некоммерческими), интересы которых могут быть затронуты содержанием статьи.

Оригинальность. При создании настоящей работы авторы не использовали ранее опубликованные сведения (текст, иллюстрации, данные).

Доступ к данным. Редакционная политика в отношении совместного использования данных к настоящей работе не применима, новые данные не собирали и не создавали.

Генеративный искусственный интеллект. При создании настоящей статьи технологии генеративного искусственного интеллекта не использовали.

Рассмотрение и рецензирование. Настоящая работа подана в журнал в инициативном порядке и рассмотрена по обычной процедуре. В рецензировании участвовали два внешних рецензента, член редакционной коллегии и научный редактор издания.

ADDITIONAL INFORMATION

Author сontributions: O.S. Chemisova: conceptualization, methodology, investigation, data curation, writing—original draft; D.A. Sedova: investigation, data curation, writing—review & editing; S.N. Golovin: investigation, data curation, writing—review & editing; A.M. Ermakov: conceptualization, writing—review & editing. All the authors approved the version of the manuscript to be published and agreed to be accountable for all aspects of the work, ensuring that questions related to the accuracy or integrity of any part of the work are appropriately investigated and resolved.

Ethics approval: The study was conducted in accordance with the principles of biomedical ethics, with informed consent obtained from the child’s legal representatives. The study protocol was approved by the local Independent Ethics Committee of the Don State Technical University (Minutes No. 26 dated September 17, 2024).

Funding sources: No funding.

Disclosure of interests: The authors have no relationships, activities, or interests for the last three years related to for-profit or not-for-profit third parties whose interests may be affected by the content of the article.

Statement of originality: No previously published material (text, images, or data) was used in this work.

Data availability statement: The editorial policy regarding data sharing does not apply to this work, as no new data was collected or created.

Generative AI: No generative artificial intelligence technologies were used to prepare this article.

Provenance and peer-review: This paper was submitted unsolicited and reviewed following the standard procedure. The peer review process involved two external reviewers, a member of the editorial board, and the in-house science editor.

About the authors

Olga S. Chemisova

Don State Technical University

Author for correspondence.
Email: chemisova@inbox.ru
ORCID iD: 0000-0002-4059-2878
SPIN-code: 1129-7436

Cand. Sci. (Biology)

Russian Federation, Rostov-on-Don

Darya A. Sedova

Don State Technical University

Email: dased0va@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-1194-7251
SPIN-code: 6197-7220
Russian Federation, Rostov-on-Don

Sergey N. Golovin

Don State Technical University

Email: labbiobez@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-1929-6345
SPIN-code: 5345-4005
Russian Federation, Rostov-on-Don

Alexey M. Ermakov

Don State Technical University

Email: amermakov@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-9834-3989
SPIN-code: 5358-3424
Russian Federation, Rostov-on-Don

References

Supplementary files